Triple Sugar Iron-test op bacteriën om het vermogen om zwavelwaterstof te produceren (met figuur) te achterhalen

Lees dit artikel om meer te weten te komen over de drievoudige IJzerstrijktest op bacteriën om het vermogen om zwavelwaterstof te produceren, te achterhalen!

Doel om drievoudige ijzertest (TSI-test) uit te voeren, om te achterhalen of een bacterie één of meer van de drie suikers kan gebruiken, zoals glucose, sucrose en lactose, evenals het vermogen om waterstofsulfide te produceren (H ₂ S), die ijzer vermindert.

Beginsel:

Sommige bacteriën hebben het vermogen om een ​​of meer van de drie suikers zoals glucose, sucrose en lactose te gebruiken.

Als een of meer van de drie suikers (drievoudige suikers) worden gebruikt, wordt er zuur geproduceerd, waardoor de pH de kleur van fenolrood van rood naar geel verandert.

Bovendien hebben sommige bacteriën het vermogen om waterstofsulfide (H2S) te produceren door zwavelverbindingen te gebruiken. De aldus geproduceerde H2S combineert met de ijzerverbinding, ferrosulfaat, om zwarte neerslagen van ferrosulfide te vormen.

In de drievoudige suikerijzertest (TSI-test) worden de testbacteriën gekweekt op agar-scheuten die glucose, sucrose, lactose, fenolrood, natriumthiosulfaat en ferrosulfaat bevatten. Terwijl het medium glucose bevat (D-glucose of dextrose) bij een lage concentratie van 0, 1%, wordt de concentratie van sucrose en lactose hoog gehouden op 1%.

Als de bacteriën de mogelijkheid hebben om een ​​of meer van de drie suikers te gebruiken, verandert de kleur van het medium van rood in geel. Als de bacteriën de mogelijkheid hebben om H2S te produceren, krijgt het medium een ​​zwarte kleur. Omdat drie suikers en een ijzerverbinding in het medium worden gebruikt, wordt de test drievoudige ijzertest genoemd.

Vereiste materialen:

Reageerbuizen, erlenmeyer, wattenstoppen, inentingsnaald, autoclaaf, bunsenbrander, laminaire stromingskamer, wegwerpkruik, incubator, drievoudige-suikerijzer (TSI) agar, geïsoleerde kolonies of zuivere culturen van bacteriën.

Procedure:

1. De ingrediënten van TSI-agarmedium (bevattende de 3 suikers en ijzer als de hoofdcomponenten) of het kant-en-klare poeder dat voor 100 ml medium is vereist, worden gewogen en opgelost in 100 ml gedestilleerd water in een erlenmeyer van 250 ml met schudden en wervelen (figuur 7.7).

2. De pH wordt bepaald met behulp van een pH-papier of pH-meter en bijgesteld tot 7, 4 met behulp van 0, 1 N HCI als het meer is of met 0, 1 N NaOH als dit minder is.

3. De kolf wordt verwarmd om de agar volledig in het medium op te lossen.

4. Voordat het stolt, wordt het medium in warme gesmolten toestand verdeeld in 5 reageerbuizen (elk ongeveer 20 ml).

5. De reageerbuisjes zijn van katoenstof voorzien, afgedekt met kraftpapier en met draad of rubberen band verbonden.

6. Ze worden gedurende 15 minuten bij 121 ° C (15 psi druk) gesteriliseerd in een autoclaaf.

7. Na sterilisatie worden ze uit de autoclaaf verwijderd en in een schuine positie gehouden om het medium af te koelen en te laten stollen, zodat de TSI-agarhellingen worden verkregen.

8. De testbacteriën worden aseptisch geënt, bij voorkeur in een laminaire stromingskamer, in de hellingen door steken in de kolf en strepen op het oppervlak van de hellingen met behulp van een met vlam gesteriliseerde naald. De naald wordt na elke inoculatie gesteriliseerd.

9. De geënte hellingen worden 24 uur geïncubeerd bij 37 ° C in een incubator.

opmerkingen:

1. Gele kont en rode helling met of zonder gasproductie (breekt in de agar butt):

Acid butt en alkaline helling zijn gevormd. Hier is alleen glucose anaëroob (fermentatief) gebruikt, waardoor het kontzuur zuur (geel) is. Er is geen andere suiker gebruikt. Omdat de glucoseconcentratie lager is (0, 1%), wordt de kleine hoeveelheid zuur die op het hellende oppervlak wordt geproduceerd snel geoxideerd waardoor deze alkalisch (rood) wordt.

Verder produceert oxidatieve overheersing van het in het medium aanwezige pepton NHY, wat de helling basisch (rood) maakt. In de kolf wordt de zure toestand echter gehandhaafd vanwege verminderde beschikbaarheid van zuurstof en langzamere groei van de bacteriën. De bacterie is dus glucose-positief.

2. Gele kont en gele helling met of zonder gasproductie:

Zure kont en zure helling zijn gevormd. Hier zijn lactose en / of sucrose gefermenteerd. Omdat hun concentratie in het medium hoog is, produceren ze een grote hoeveelheid zuren resulterend in een zure helling en een zure kont en handhaven ze de zure toestand. De bacteriën zijn dus sucrose / lactose-positief.

3. Rode kont en rode inslag:

Geen van de drie suikers is gefermenteerd. In plaats daarvan zijn peptonen gekataboliseerd onder anaërobe en / of aërobe omstandigheden, resulterend in een alkalische toestand als gevolg van de productie van ammoniak.

Als alleen aërobe afbraak van peptonen optreedt, wordt alleen het hellende oppervlak alkalisch (rood). Als er een aerobe en anaerobe afbraak van pepton is, worden zowel de helling als de bil alkalisch (rood). Dus, de bacterie is suiker negatief.

4. Zwart worden van de kont:

In aanvulling op één van de bovenstaande condities, als zwarting van het uiteinde optreedt, geeft dit aan dat de bacteriën in staat zijn om H2S te produceren onder gebruikmaking van de anorganische zwavel (natriumthiosulfaat) aanwezig in het medium.

De H2S combineert met het ferrosulfaat in het medium tot zwarte precipitaten van ferrosulfide, wat resulteert in een verandering in de kleur van het medium in zwart. De bacteriën zijn dus H2S-positief.

5. Geen zwartgeblakerde kont:

De bacteriën kunnen geen H2S produceren onder gebruikmaking van de anorganische zwavel (natriumthiosulfaat) die in het medium aanwezig is. De bacteriën zijn dus H2S-negatief.