Met waterstof geleverde test op bacteriën om hun vermogen om waterstof te produceren te achterhalen (met figuur)

Lees dit artikel om meer te weten te komen over de waterstof geleverde test op bacteriën om hun vermogen om waterstof te produceren te achterhalen!

Beginsel:

Sommige bacteriën hebben het vermogen om zwavel tot waterstofsulfide te verminderen. Het is een kleurloos gas, dat reageert met ijzer (ferrozouten) om zwarte neerslagen van ferrosulfide te produceren.

Het reageert ook met loodacetaat om zwarte neerslagen van loodsulfide te produceren. Waterstofsulfidetest (H, S-test) kan op twee manieren worden uitgevoerd, gebaseerd op de bron van zwavel.

Ze zijn als volgt:

(ik) H2S-test met anorganische bron van zwavel

(Ii) H2S-test met organische zwavelbron

(i) H2S-test met anorganische bron van zwavel:

In deze test worden de testbacteriën gekweekt op driekantsijzer-agar-hellingen (TSI-agar-hellingen), die glucose, sucrose, lactose, fenolrood, natriumthiosulfaat en ferrosulfaat bevatten. Als de bacteriën gebruik maken van de anorganische zwavel (natriumthiosulfaat) die in het medium wordt gebruikt, wordt H ₂ S geproduceerd, dat zich met het ferrosulfaat in het medium vermengt en zwarte neerslagen van ferrosulfide vormt, resulterend in een verandering in de kleur van de kont tot zwart .

Naast het gebruik van anorganische zwavel, als de bacteriën een van de drie suikers (glucose, sucrose of lactose) kunnen gebruiken, wordt er zuur geproduceerd, wat de pH van het medium verlaagt. Als gevolg hiervan verandert de kleur van de helling van rood in geel.

Vereiste materialen:

Reageerbuizen, erlenmeyer, wattenstoppen, inentingsnaald, autoclaaf, bunsenbrander, laminaire stromingskamer, wegwerpkruik, incubator, driedubbele suikerijzeragar (TSI-agar) geïsoleerde kolonies of zuivere culturen van bacteriën.

Procedure:

1. De ingrediënten van TSI-agarmedium (bevattende de 3 suikers en ijzer als de hoofdcomponenten) of het kant-en-klare poeder dat voor 100 ml medium is vereist, worden gewogen en opgelost in 100 ml gedestilleerd water in een erlenmeyer van 250 ml met schudden en wervelen (figuur 7.13).

2. De pH wordt bepaald met behulp van een pH-papier of pH-meter en bijgesteld tot 7, 4 met behulp van 0, 1 N HCI als het meer is of met 0, 1 N NaOH als dit minder is.

3. De kolf wordt verwarmd om de agar volledig in het medium op te lossen.

4. Voordat het stolt, wordt het medium in warme gesmolten toestand verdeeld in 5 reageerbuizen (elk ongeveer 20 ml).

5. De reageerbuisjes zijn van katoenstof voorzien, afgedekt met kraftpapier en met draad of rubberen band verbonden.

6. Ze worden gedurende 15 minuten bij 121 ° C (15 psi druk) gesteriliseerd in een autoclaaf.

7. Na sterilisatie worden ze uit de autoclaaf verwijderd en in een schuine positie gehouden om het medium af te koelen en te laten stollen, zodat de TSI-agarhellingen worden verkregen.

8. De testbacteriën worden aseptisch geënt, bij voorkeur in een laminaire stromingskamer, in de hellingen door steken in de kolf en strepen op het oppervlak van de hellingen met behulp van een met vlam gesteriliseerde naald. De naald wordt na elke inoculatie gesteriliseerd.

9. De geënte hellingen worden 24 uur geïncubeerd bij 37 ° C in een incubator.

opmerkingen:

1. De kleur van de billen verandert in zwart: H ₂ S positief.

2. De kleur van de billen verandert niet in zwart: H ₂ S negatief.

(ii) H2S-test met organische bron van zwavel

In deze test worden de testbacteriën gekweekt in cysteïnebouillon, dat cysteïne als de organische zwavelbron bevat. Als de bacteriën gebruik maken van de organische zwavel (cysteïne) die in het medium wordt gebruikt met behulp van het enzym 'cysteine-desulfurase', wordt H ₂ S geproduceerd. Deze H ₂ S combineert met de loodacetaat gedrenkt in een papier om zwarte neerslagen van loodsulfide te vormen, wat resulteert in een verandering in de kleur van de papierstrook in zwart.

Vereiste materialen:

Reageerbuizen, erlenmeyer, wattenstaafjes, entdraad, autoclaaf, bunsenbrander, laminaire stromingskamer, wegwerpkruik, incubator, cysteïnebouillon, Whatman filtreerpapierstroken, loodacetaatoplossing (verzadigd), geïsoleerde kolonies of zuivere culturen van bacteriën.

Procedure:

1. De ingrediënten van cysteïne-medium (die cysteïne als hoofdbestanddeel bevat) of het kant-en-klare poeder ervan dat voor 100 ml van de bouillon is vereist, worden gewogen en opgelost in 100 ml gedestilleerd water in een erlenmeyer van 250 ml door schudden en wervelen ( Figuur 7.14).

2. De pH wordt bepaald met behulp van een pH-papier of pH-meter en bijgesteld tot 7, 5 met 0, 1 N HCI als het meer is of met 0, 1 N NaOH als dit minder is. De kolf wordt, indien nodig, verwarmd om de ingrediënten volledig op te lossen.

3. De bouillon wordt verdeeld in vijf reageerbuizen (elk ongeveer 10 ml), met katoen bedekt, bedekt met ambachtelijk papier en met draad of rubberen band gebonden.

4. De bouillonbuizen worden gedurende 15 minuten bij 121 ° C (15 psi druk) in een autoclaaf gesteriliseerd.

5. De bouillonbuizen mogen afkoelen tot kamertemperatuur.

6. De testbacteriën worden aseptisch geïnoculeerd, bij voorkeur in een laminaire stroomkamer, in de bouillon met behulp van een entcuvus die is gesteriliseerd over bunsenvlam. De lus wordt gesteriliseerd na elke inoculatie.

7. Een strookje papier gedrenkt in een oplossing van loodacetaat (verzadigd) wordt zo aan de monding van elke reageerbuis bevestigd dat een lang deel ervan in de reageerbuis blijft en een klein deel buiten blijft.

8. De geënte bouillonbuizen worden 48 uur geïncubeerd bij 37 ° C in een incubator.